大动物心肌梗死模型制备：犬、猪、羊的药物、手术与介入技术全景分析

建立可靠的心肌梗死（MI）动物模型是心血管疾病发病机制研究和新药、新疗法开发的关键环节。相较于小型动物，大型实验动物如犬、猪、羊，因其心脏解剖结构、冠状动脉分布以及生理功能与人类高度相似，在心血管研究中展现出不可替代的临床转化价值。本报告综合分析了当前主流的大动物心肌梗死模型制备方法，包括药物诱导法、经典外科冠状动脉结扎法以及先进的介入手术技术。报告详细阐述了每种方法的原理、操作步骤、技术要点及优缺点，并着重对比了犬、猪、羊三种动物在造模操作中的独特之处与关键差异。通过深入探讨不同方法所模拟的病理机制差异，本报告旨在为心血管研究者提供一份权威、详尽且具备高度实用性的指南，以指导其根据特定的研究目的选择最合适的模型，并优化实验操作流程，从而显著提高模型制备的成功率与研究成果的可靠性。

1. 引言：心血管疾病研究与大动物模型的选择

心肌梗死作为一种由冠状动脉血流中断导致的心肌缺血性坏死性疾病，在全球范围内构成严重的公共健康挑战。其核心病理过程通常是冠状动脉粥样硬化斑块破裂后形成的血栓造成血管急性闭塞 [1]。为了深入探究心肌梗死的发病机制、评估新型治疗药物（如溶栓剂、抗凝剂）和介入器械（如支架、起搏器）的有效性，建立能够精准模拟人类病理生理过程的动物模型至关重要。

在多种实验动物中，犬、猪、羊等大型动物因其心脏大小、心率、冠状动脉解剖分布及心肌梗死后重塑过程与人类高度相似 [2, 3, 4]，被视为心血管研究的“黄金”模型。这些大型动物模型能够更好地评估新疗法在生理学和解剖学上的实际效果，为临床转化提供坚实依据。当前，建立心肌梗死模型的方法多种多样，主要包括冠状动脉结扎法、药物诱导法、微创介入法、电凝法以及冷冻法等 [5]。每种方法各有优势与局限，其选择应严格匹配研究的具体目的。

值得注意的是，不同造模方法所诱导的心肌损伤在病理机制上存在本质差异，这直接决定了其在特定研究中的适用性。例如，某些药物方法通过增加心肌耗氧量导致弥漫性损伤，其病理改变并非由冠脉血栓引起 [1, 6]。相比之下，外科结扎或介入方法则通过机械或物理手段直接阻断冠脉血流，从而精确地模拟了临床上由冠脉阻塞所致的局限性、可控性心肌梗死，这对于研究血栓性疾病的溶栓、再灌注损伤等临床治疗策略具有不可替代的价值 [2, 5]。

2. 药物诱导方法：原理、应用与局限性

药物诱导法通过注射化学物质，在不进行外科手术的情况下诱发心肌损伤，其操作简便、重复性强 [1]，但所致心肌病理改变与临床心肌梗死存在显著差异。

2.1 异丙肾上腺素（ISO）诱导法

该方法主要应用于小型动物模型，如大鼠 [1]。异丙肾上腺素是一种儿茶酚胺类β肾上腺素受体激动剂，其作用机制是通过增强心肌收缩，显著增加心肌耗氧量，同时引起心肌微循环障碍，最终导致心肌弥漫性损伤 [1]。

操作方法： 通常采用皮下或腹腔注射 [1, 6]。以SD雄性大鼠为例，构建方法通常为皮下注射异丙肾上腺素（100 mg/kg），持续两天 [1]。在其他研究中，也有采用更高剂量（170 mg/kg）分两次皮下注射 [7]，或以30 μg/g体重分两次腹腔注射，连续两周的方法 [6]。

局限性： 尽管操作简单，但该方法诱导的病理改变多为心肌肥厚和纤维化 [6]，与临床上由冠状动脉血栓阻塞所致的局限性心肌坏死有本质区别 [1]。因此，该模型不适用于研究溶栓治疗或血栓形成机制，其在心梗研究中的应用价值受到较大限制。

2.2 光化学法

光化学法是一种利用光敏染料和激光诱导血栓形成的新型药物方法。

作用机制： 该方法需先向动物体内注射光敏染料（如Rose Bengal），然后用特定波长的激光照射目标冠状动脉 [8]。光敏染料被激活后产生自由基，对血管内皮造成损伤，从而诱导局部血栓生成，最终导致心肌梗死 [8]。

操作优势： 光化学法操作过程相对简单，易于推广，且实验成功率高、结果稳定 [8]。其最显著的优势在于，它能够模拟临床心肌梗死的血栓生成过程，特别适用于对溶栓药物的药效学评价 [8]。该方法在冠脉解剖与人高度相似的猪等大型动物中，具备较高的药理学评价意义 [8]。

3. 外科手术制备方法：冠状动脉结扎术

冠状动脉结扎法是目前最经典、最成熟的心肌梗死模型制备方法 [5, 9]。该方法通过直接阻断冠状动脉血流，造成下游心肌缺血坏死，其病理过程与临床心肌梗死高度吻合 [5]。

3.1 术前准备与麻醉管理

精细的术前准备和麻醉管理是提高动物存活率和模型成功率的关键。

• 术前准备： 术前12小时动物需禁食，以防止麻醉或手术过程中发生呕吐并引发吸入性肺炎或窒息 [2, 10]。
• 麻醉诱导与维持： 麻醉应在有经验的兽医麻醉师指导下进行。推荐使用肌内注射（如氯胺酮3 mg/kg、咪达唑仑0.3 mg/kg、右美托咪定0.03 mg/kg [2]）进行麻醉诱导，或使用舒泰（5.0-5.9 mg/kg）复合陆眠宁（2 mg/kg） [11, 12]。麻醉维持则首选吸入性麻醉（如异氟烷1%-3%） [13, 14]，因为它安全性高、副作用低且可控性强 [13]。
• 生命体征监测： 术中需对动物进行实时监护，包括心电图（ECG）、脉搏血氧饱和度、血压和体温 [2, 14]。心电图监测尤为重要，结扎成功后立即出现的心电图ST段抬高是模型成功的即时证据 [9, 15, 16, 17, 18]。
• 麻醉深度评估： 动物进入深外科麻醉期（第三期）方可开始手术，此时其呼吸频率下降，肌肉完全松弛，角膜反射微弱，且对钳夹脚趾无反应 [13]。

3.2 详细手术步骤

以下为冠脉结扎术的通用步骤，具体细节需根据动物种类进行微调。

步骤一：麻醉与气管插管

在麻醉诱导后，将动物仰卧保定。在喉镜引导下，将气管插管经声门迅速插入气管，深度约5 cm [14]，并连接至小动物呼吸机进行辅助通气 [15, 16]。

步骤二：手术区域备皮与消毒

剃除胸部毛发，范围为胸骨上沿至剑突，左缘至左腋中线 [15]。用手术皂清洁，然后交替使用抗菌聚维酮-碘溶液和酒精进行消毒，重复3次 [2]。

步骤三：开胸与心脏暴露

沿左侧第4或5肋间做胸部切口 [16]。逐层切开皮肤、皮下组织和胸大肌 [15]。用开胸器撑开肋骨间隙 [15]，轻柔撕开心包膜以充分暴露心脏 [15]。操作务必轻柔，以防损伤心脏大血管 [15]。

步骤四：冠状动脉结扎

确定左冠状动脉前降支（LAD）。LAD通常位于左心耳下缘与肺动脉圆锥旁1-2 mm处 [15, 19]。用带线缝合针穿过LAD，结扎时需连同一小束心肌一同结扎 [15]。进针深度控制在0.3-0.5 mm [15] 或以隐约可见细针为宜 [19]。结扎后，应立即观察远端心肌颜色是否变苍白，同时心电图Ⅱ导联的ST段是否抬高并与高耸的T波融合，呈弓背向上单向曲线 [9, 15, 17, 18]。这些是结扎成功的可靠标志。

步骤五：胸腔闭合与排气

确认结扎成功后，将心脏送回胸腔，并逐层严密缝合肋骨和胸壁。缝合时需特别注意，避免将胸腺、肺脏等组织与肋骨缝在一起 [15]。在完全关闭胸腔前，用注射器或负压吸引器充分排出胸腔内气体，以防止气胸，这是术后存活率的关键 [15, 16]。

一个成功的冠状动脉结扎模型不仅依赖于术者娴熟的技术，也离不开术中对动物生命体征的精细化管理。在手术过程中，心电监护和及时应用利尿剂、抗心律失常药物来应对可能出现的心衰和心律失常，是提高模型存活率的重要辅助措施 [15]。

4. 介入手术制备方法：微创技术的应用

介入手术方法是模拟临床冠状动脉疾病的先进技术，其核心优势在于创伤小、可控性高、可重复性强，极大地提高了模型制备的稳定性和动物的术后存活率 [2, 20]。

4.1 血管通路建立

介入手术通常采用经皮入路，最常见的路径是经股动脉逆行通路 [2, 21]。操作通常在荧光透视（一种特殊X射线，类似于X射线“电影”）或血管内超声（IVUS）的引导下进行 [22]。

• 详细步骤：

1. 采用经典的Seldinger技术 [2, 23]：在透视或超声引导下，经皮穿刺股动脉 [2]。
2. 将导丝送入血管腔，然后沿导丝置入导管鞘 [2, 23]。
3. 建立通路后，立即给予肝素化（如100 IU/kg肝素）以抑制血栓形成 [2]。

4.2 球囊扩张封堵法

该方法主要用于制备心肌缺血再灌注损伤模型，特别是在巴马小型猪中获得了较高的成功率 [24, 25]。其核心优势是能够暂时阻断冠脉血流，为再灌注研究提供理想平台 [2, 26]。

• 操作步骤：

1. 经股动脉通路，将冠状动脉球囊导管送至左前降支（LAD） [25]。
2. 进行预适应：将球囊充盈3-4次，每次持续30秒，每次间隔5-10分钟 [25]。
3. 进行持续封堵：以3-5 atm的压力扩张球囊，完全封闭LAD远端血流，持续40分钟 [25]。
4. 撤除球囊：40分钟后撤除球囊，恢复血流，完成缺血再灌注过程 [27]。
5. 评估成功： 结扎或封堵后，心电图Ⅱ导联应立即出现ST段抬高，这是模型成功的即时证据 [17]。

4.3 栓塞线圈植入法

栓塞线圈植入法旨在模拟非血运重建的心肌梗死，通过永久性闭塞冠脉来造成持续性缺血 [2]。该方法可用于建立急性、亚急性或慢性心肌梗死模型 [2]。

• 操作步骤：

1. 经股动脉建立通路，将导引导管送至左冠状动脉开口 [2]。
2. 进行冠状动脉造影，可视化冠脉系统 [2]。
3. 在透视引导下，通过微导管将永久性栓塞线圈部署到目标冠脉分支的远端 [2]。线圈尺寸通常比血管内径大1-2 mm，长度在20-60 mm之间 [2]。
4. 反复冠状动脉造影，确认目标血管完全闭塞 [2]。当动脉被完全闭塞时，心电图上可观察到相应变化 [2]。

4.4 微球栓塞法

微球栓塞法是一种更具特异性的介入方法，主要用于建立冠状动脉微血管功能障碍模型 [20]。

• 操作步骤： 经导管选择性地向冠脉内注入微栓塞球（如直径Ø45 μm） [20]。
• 模型优势： 该方法创伤极小，死亡率低，能够精准模拟临床上的微血管栓塞病理，是研究冠脉微循环障碍发病机制的理想模型 [20]。
• 评估成功： 成功制模后，可观察到冠脉血流储备（CFR）显著降低（<2.0），以及左室功能障碍（射血分数EF<50%） [20]。

介入手术方法的兴起代表着大动物模型制备技术从宏观外科向微观、精准、可控方向的演进。这些方法通过闭胸操作，极大地降低了动物死亡率，并解决了外科结扎术中个体差异大、难以进行长期动态观察的痛点，为心血管疾病的长期、动态研究提供了理想的平台。

5. 不同动物在手术操作中的关键差异点

尽管犬、猪、羊均可作为大型心梗模型，但它们在解剖学和生理学上的差异，决定了各自在特定研究中的优劣。

5.1 猪（Pig）

• 解剖学优势： 猪的心脏大小、重量、冠状动脉解剖结构和心脏动力学与人类高度相似 [2, 3]。此外，猪的冠状动脉缺乏显著的侧支循环 [25]，这使得冠脉阻塞后梗死面积更加稳定可预测。这些特性使其成为心血管介入器械和疗法研发的“黄金”模型。
• 操作关键点：

• 麻醉： 小型猪的肺脏较脆弱，因此在呼吸机辅助通气时需特别注意气压控制 [28]。麻醉诱导可选用复方舒眠宁Ⅱ [14] 或舒泰复合陆眠宁 [11, 12]，维持则首选异氟烷吸入麻醉 [14]。
• 手术选择： 鉴于其冠脉解剖与人的相似性，介入手术（球囊封堵、栓塞线圈植入）是制备心梗模型的首选方法，其创伤小、重现性高的优点在猪模型上得到了最大化体现 [2, 24, 25, 29]。

5.2 犬（Dog）

• 解剖学特点： 犬的心脏结构与人相似，心肌可见双核 [30]。研究显示，犬心肌桥（心肌纤维跨越冠状动脉的结构）的出现率（60.8%）及其位置分布与人相似 [31]，这使其在某些特定病理研究中具有独特价值。
• 操作关键点：

• 麻醉： 犬的麻醉药物选择范围广，可使用异戊巴比妥钠静脉注射（30 mg/kg） [32]，或异氟烷吸入麻醉（维持浓度2%-3%） [33]。术中需密切关注动物心率，警惕心律失常的发生 [28]。
• 手术方法： 经典的冠状动脉结扎术是其主要的心梗造模方法 [34]。

5.3 羊（Sheep）

• 解剖学特点： 羊的心脏形态较长 [30]，其冠状动脉心肌桥的出现率非常高，可达90.1% [31]。此外，羊的心脏侧支循环较为发达，这使得冠脉结扎后心肌缺血的程度和范围难以稳定控制，心梗面积的变异性较大。
• 操作关键点： 鉴于其发达的侧支循环，羊在急性心肌梗死模型研究中的应用相对较少。外科结扎术在羊模型上难度较高，且所致的梗死面积可变，这限制了其在需要精确、稳定模型的实验中的应用。

表1：心肌梗死模型制备方法综合比较

方法类型	创伤程度	可控性	重现性	死亡率	模拟病理类型	主要应用领域
药物法（ISO）	极小	低	较高	较低	弥漫性非血栓心肌损伤	心肌病、心衰研究
药物法（光化学）	极小	高	较高	较低	局部血栓性心肌梗死	溶栓药物、抗凝剂评价
外科结扎法	高	高	中等	较高	局部缺血性心肌坏死	急/慢性心梗、心肌重塑
球囊扩张封堵法	小	很高	很高	较低	缺血再灌注损伤	干细胞、新型疗法、再灌注研究
栓塞线圈植入法	小	很高	很高	较低	非血运重建心肌梗死	慢性心梗、器械研发

表2：犬、猪、羊模型制备关键点对比

动物种类	冠脉解剖特点	推荐手术方法	麻醉管理要点	模型优势/局限性
猪	冠脉结构与人高度相似；无显著侧支循环	介入手术（球囊/线圈）	肺脏脆弱，需注意呼吸机气压	高度贴近临床，是介入研究的黄金模型
犬	冠脉结构与人相似；心肌桥发生率与人相似	外科冠脉结扎术	麻醉药物选择广，需警惕心律失常	经典模型，适用性广，技术成熟
羊	心脏形态较长；心肌桥发生率高；侧支循环发达	外科结扎术（较少用）	常规全身麻醉	侧支循环影响梗死面积稳定性，不适用于急性心梗研究

6. 模型成功评估与术后管理

模型成功建立后，需要通过一系列指标进行评估和验证，以确保其病理特征符合研究要求。

6.1 模型成功评估指标

• 心电图（ECG）： 冠脉结扎或封堵后，心电图Ⅱ导联应立即出现ST段抬高 [2, 15, 17, 24]。随着时间推移，可观察到病理性Q波的出现 [15]。
• 心肌酶学指标： 心肌细胞坏死后，其特有酶类（如肌酸激酶CK、肌酸激酶同工酶CK-MB、肌钙蛋白cTnI、肌红蛋白Myo、乳酸脱氢酶LDH）会大量释放入血，其血清浓度较术前显著升高 [24, 25]。
• 心脏超声： 术后通过心脏超声评估心功能，可观察到左心室射血分数（LVEF）和短轴缩短率（FS）的下降 [15, 24, 25]，以及左心室舒张末内径（LVEDD）的增大 [15, 24, 25]。
• 病理学检查： 这是验证心肌坏死最直接的手段。TTC（氯化三苯基四氮唑）染色可快速评估梗死面积，坏死心肌呈苍白色 [24]。HE（苏木精-伊红）和Masson染色则可观察心肌细胞排列紊乱、水样变性、肌浆凝聚坏死、以及纤维组织增生等病理改变 [15, 16, 24]。

6.2 术后护理与并发症管理

• 复苏与监护： 术后将动物转移至复苏台，持续监护直至其完全清醒 [35]。术后需注意保温，并持续监测各项生命体征 [13]。
• 药物管理： 术后应根据医嘱长期服用抗凝血和抗血小板药物（如阿司匹林、氯吡格雷），以防止血栓形成 [10, 36]。同时，使用抗生素可预防感染 [14]。
• 切口护理： 保持手术切口清洁干燥，避免局部肿胀或感染 [36]。
• 饮食与活动： 术后当日通常不喂食，次日可恢复正常饮食 [35]。术后应适当活动，但需避免剧烈运动，以防止增加心脏负荷 [36, 37]。

模型评估是一个动态的、系统性的过程。从术后即时的心电图变化，到数小时内的心肌酶升高，再到数天至数周的心功能下降和最终的病理学改变，这一系列动态指标共同构成了模型建立与验证的完整证据链，确保了实验结果的可靠性和可重复性。

7. 结论与未来展望

综上所述，大动物心肌梗死模型的制备方法多样，各有优劣，其选择应基于特定的研究目标。药物诱导法虽操作简便，但其病理学局限性使其更适用于初步筛选或心肌损伤研究。经典的外科结扎法因其明确的病理改变而应用广泛，但其成功率高度依赖于术者技术，且术后存活率较低，个体差异较大。

相比之下，以球囊扩张和栓塞线圈植入为代表的介入手术方法，因其创伤小、可控性强和高重现性，已成为目前心血管研究，特别是介入器械研发和新型疗法评估的首选方法 [2, 20]。这些方法能够精确地模拟临床过程，为再灌注损伤、干细胞移植等长期动态研究提供了理想的平台。在动物选择方面，猪因其冠脉解剖和生理功能与人类的高度相似性，已成为心血管研究的黄金模型。

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